Luận án Nghiên cứu thu nhận và đánh giá khả năng kháng khuẩn erwinia sp. gây bệnh thối nhũn trên cà chua sau thu hoạch của chitosan từ mai mực ống

quét 4 < 2θ < 44, bước quét 0,05, tốc độ quét 1/min, ở nhiệt độ 25C. 
- Phổ hấp phụ hồng ngoại (FTIR): đo trên máy Nicolet iS10, Thermo Scientific, 
bước sóng từ 548–4000cm-1. 
72 
- Phổ cộng hưởng từ hạt nhân NMR: đo 1H NMR (400 MHz, Bruker) sử dụng 
dung môi DCl và D2O. 
- Kính hiển vi điện tử SEM: được chụp trên máy Hitachi S-4800. 
- Kính hiển vi điện tử truyền qua TEM: được chụp trên máy H7600 (Hitachi, 
Tokyo, Japan) ở mức điện thế 100 kv. 
- Độ hòa tan của chitosan: được phản ánh thông qua mức độ hòa tan của 1g mẫu 
trong 100ml dung dịch acid acetic 1% theo thủ tục được Samar và cộng sự 2013 [137] 
có điều chỉnh, nội dung chi tiết được trình bày ở Phụ lục 4. 
- Xác định độ kết tinh của chitin, chitosan: được xác định thông qua chỉ số kết 
tinh (CrI - Crystalline Index) theo phương pháp được mô tả bởi Pareek và cộng sự 
2013 [117] và mức độ kết tinh (χcr - Degree of Crystallinity) theo phương pháp được 
Chebotok và cộng sự 2007 [40], nội dung cụ thể được trình bày ở Phụ lục 5. 
2.3.4. Phương pháp cắt mạch chitosan 
Sản phẩm chitosan ban đầu (CTS-1) có độ deacetyl DD = 91-93% và khối lượng 
phân tử trung bình (Mw = 6831 kDa) được xử lý trong dung dịch NaOH 0,2% (w/v) ở 
nhiệt độ phòng trong 8 giờ với tỷ lệ 1/15 (w/v), quá trình này sẽ giúp chitosan trương nở 
cấu trúc mạch giúp H2O2 tiếp xúc tốt nhất trong cấu trúc mạch chitosan. Sau đó cho H2O2 
10% (v/v) với tỷ lệ 1/10 (w/v) vào chitosan đã xử lý trương nở, theo thời gian: 3 giờ, 5 
giờ, 7 giờ. Sau đó mẫu được đưa về pH = 10, lọc chitosan kết tủa, các mẫu chitosan 
được thu nhận, sấy 60oC qua đêm (12 giờ). Các sản phẩm chitosan thu được có khối 
lượng phân tử khác nhau được trình bày trong Bảng 2.1. 
Bảng 2.1. Tính chất các chitosan sau cắt mạch 
Chitosan 
Thời gian cắt mạch 
(giờ) 
DD (%) Mw (kDa) 
CTS-TM - 79-81 120 
CTS-1 - 91-93 6831 
CTS-2 3 91-93 1740 
CTS-3 5 91-93 655 
CTS-4 7 91-93 138 
C-120: Chitosan thương mại (Sigma-Aldrich) có DD 79-81% và Mw 120 kDa. 
73 
2.3.5. Phương pháp phân lập chủng vi khuẩn Erwinia sp. gây bệnh thối nhũn 
- Phương pháp lựa chọn khuẩn lạc, chủng vi khuẩn: Mẫu cà chua bệnh được rửa 
cồn, cắt đôi bằng dao vô trùng, sau đó lấy 1g phần thịt cà chua tại ranh giới bị bệnh cho 
vào ống nghiệm chứa 5ml nước cất vô trùng, lắc đều. Sau 30 phút dùng pipet lấy 50l 
dịch vi khuẩn cho lên mặt thạch PDA (đĩa petri 90mm) sau đó dùng que cấy trang trên 
mặt thạch. Mẫu được đem ủ ở điều kiện nhiệt độ 30C, sau thời gian 24-48 giờ quan sát 
và lựa chọn các khuẩn lạc phát triển trên mặt thạch. Theo mô tả của Janse 2005 [77] và 
Mân 2007 [9] khuẩn lạc Erwinia sp. khi nuôi cấy trên môi trường PDA trong điều kiện 
pH trung tính ở nhiệt độ từ 27-30C có màu trắng xám, hình tròn hoặc hình bầu dục 
không đều, bề mặt khuẩn lạc nhầy ướt. Quá trình được thực hiện lập lại trên các mẫu bệnh 
để chọn được các khuẩn lạc thuần khiết làm cơ sở cho các công đoạn tiếp theo. Sau đó 
tiến hành nhuộm Gram và kiểm tra khả năng di động các dòng vi khuẩn được chọn, theo 
Janse 2005 vi khuẩn Erwinia sp. có tế bào hình gậy (0,5-1,0 x 1,0-3,0 mm) đơn độc hoặc 
tạo thành cặp, Gram âm, ưa khí tùy tiện, di động bằng chu mao. 
- Đánh giá khả năng phân giải pectin trên môi trường CVP (Crystal Violet 
Pectate): Việc thử nghiệm các chủng trên môi trường CVP sẽ đánh giá được khả năng 
phân giải pectin của chúng [77]. Chuẩn bị môi trường CVP, dùng que cấy lấy chấm lên 
khuẩn lạc chủng cần thử nghiệm, sau đó chấm 4 đến 6 chấm trên mặt thạch CVP, ủ ở 
nhiệt độ 30ºC trong 48 giờ, quan sát khuẩn lực phát triển đánh giá kết quả. Các chủng có 
khả năng phân giải pectin sẽ tạo thành các hố trên mặt thạch và hóa lỏng pectate trên môi 
trường CVP, hình thành trên bề mặt hố là lớp pectin tinh khiết trong quá trình phát triển 
của vi khuẩn [77], [172]. 
- Đánh giá khả năng lên men-oxy hóa glucose (Oxidative-Fermentative): Pha môi 
trường PG lỏng phân vào mỗi ống nghiệm 15ml và được vô trùng, sau đó cho vào mỗi 
ống nghiệm 2 giọt bromothymol blue đã được lọc qua màng lọc 0,2µm. Cấy 1 vòng 
que cấy vi khuẩn vào ống nghiệm sau đó phủ 1 lớp parafil lên bề mặt môi trường và 
nuôi cấy ở 30C trong 48 giờ. Tiến hành quan sát sự thay đổi màu của môi trường để 
xác định kết quả. Theo Janse 2005 [77], việc thực hiện thí nghiệm khả năng lên men-
oxy hóa glucose nhằm loại các chủng vi khuẩn thuộc chi Xanthomonas spp. (hiếu khí 
bắc buộc) và Pseudomonas spp. (hiếu khí) từ đó nhận diện chủng thuộc chi Erwinia 
74 
sp. (hiếu khí tùy tiện). Thí nghiệm nhằm mục đích xác định các vi khuẩn Gram âm có 
khả năng chuyển hóa carbohydrate (glucose) trong điều kiện lên men kỵ khí hoặc hiếu 
khí. Trong điều kiện lên men kỵ khí, acid pyruvat chuyển hóa thành 1 loạt các sản 
phẩm acid tùy thuộc vào loại quá trình lên men. Hàm lượng các acid tạo thành trong 
suốt quá trình lên men tăng lên sẽ làm cho chất chỉ thị bromthymol chuyển từ màu 
xanh sang màu vàng trong điều kiện có hoặc không có mặt oxygen. 
- Đánh giá khả năng oxy hóa tryptophan thành các hợp chất hữu cơ chứa vòng 
indol: Môi trường pepton broth được chuẩn bị và cho vào mỗi ống nghiệm 5ml và 
được vô trùng. Lấy một vòng que cấy vi khuẩn cấy vào môi trường và ủ ở 30C trong 48 
giờ. Sau 48 giờ mỗi ống nghiệm cho 5 giọt thuốc thử Kovacs’s, lắc đều, để yên rồi đọc kết 
quả thí nghiệm. Ống dương tính (+) sẽ có 1 lớp màu tím hoặc đỏ phía trên bề mặt môi 
trường, ống âm tính (-) sẽ không tạo màu tím hoặc đỏ. Loài Ecc không có khả năng oxy 
hóa tryptophan thành các hợp chất hữu cơ chứa vòng indol như Indole, Skatole (methyl 
indole) và indole-acetate trong khi Echr thì có khả năng này [77]. 
- Đánh giá khả năng nhạy cảm với Erythromycine: Môi trường PDA sau khi khử 
trùng được bổ sung erythromycine với hàm lượng 15µg/đĩa thạch (20 ml/đĩa). Vi khuẩn 
được cấy điểm trên mặt thạch để kiểm tra khả năng phát triển sau 48 giờ ở nhiệt độ 
thường. Loài Ecc không nhạy cảm với erythromycine trong khi Echr thì nhạy cảm với 
kháng sinh này [77], [122]. 
- Phương pháp giải trình tự 16s rARN: Sau khi tiến hành các bước thí nghiệm loại 
trừ, các dòng vi khuẩn đáp ứng yêu cầu xem như được nghi ngờ là Erwinia sp., được gửi 
đến phòng xét nghiệm Nam Khoa, TpHCM để tiến hành định danh bằng phương pháp 
khuếch đại gen PCR, giải trình tự gen mã hóa 16s rRNA và tra cứu trên BLAST 
SEARCH. 
2.3.6. Phương pháp chuẩn bị mẫu dịch vi khuẩn Erwinia carotovora 
Mẫu vi khuẩn Erwinia sp. sau khi phân lập được nuôi cấy tăng sinh trên môi trường 
PG lỏng sau 24 giờ ở nhiệt độ 30C. Mẫu được pha loãng và do OD ở 610 nm đạt giá trị 
0,25, với kết quả mày mẫu dịch vi khuẩn đạt 2,1 x 103 tế bào/ml [100]. 
75 
2.3.7. Phương pháp gây bệnh nhân tạo 
Mẫu vi khuẩn Erwinia sp. được nuôi trong môi trường PG lỏng ở điều kiện phòng, 
trên máy lắc 120 vòng/phút, sau 24 giờ mẫu được pha loãng và do OD ở 610 nm đạt giá 
trị 0,25 dùng làm dung dịch vi khuẩn gây bệnh, với kết quả mày mẫu vi khuẩn đạt 2,1 x 
103 tế bào/ml. 
Các mẫu trái cà chua nguyên liệu được rửa sạch, để ráo, rửa cồn 75% trong 3 phút. 
Dùng kim mũi giáo nhọn châm vào mẫu trái cà chua ngay phần đầu của trái, chiều sâu và 
chiều rộng vết chấm cố định là 1 x 2 mm, sau đó cho 5 l dịch vi khuẩn Erwinia sp. đã 
chuẩn bị vào vết thương. Các mẫu được phân thành 3 lô được ủ trong hộp nhựa đã khử 
trùng (16 x 26 cm), dưới đáy hộp có đặt 1 lớp giấy tiệt trùng được làm ẩm bằng nước cất 
vô trùng để tạo độ ẩm, các hộp được đặt ở điều kiện phòng, mỗi mẫu lập lại 3 lần và có 1 
mẫu làm đối chứng. Tiến hành theo dõi kích thước vết bệnh bên trong, bên ngoài theo thời 
gian và mô tả triệu chứng bệnh [49, 101, 157]. 
2.3.8. Phương pháp đánh giá hiệu quả kháng khuẩn của β-chitosan ở điều kiện in 
vitro 
Phương pháp đánh giá theo Zheng 2003 [175]: Các đĩa petri 950 mm đổ môi trường 
PDA được chuẩn bị. Cho 0,1 ml dịch chitosan và 0,1 ml dịch vi khuẩn trộn đều sau đó 
cho cấy trang trên mặt thạch, mẫu đối chứng dùng 0,1 ml nước cất và 0,1 ml dịch vi 
khuẩn trộn đều, mỗi nồng độ chitosan được lập lại 3 lần. Các đĩa được ủ ở 30C sau 24 
giờ sau đó đếm khuẩn lạc tính hiệu suất theo công thức: 
Trong đó: N1 và N2 là số khuẩn lạc trên đĩa không và có 
chitosan ở các nồng độ. 
2.3.9. Phương pháp đánh giá hiệu quả kháng khuẩn của β-chitosan ở điều kiện in vivo 
Mẫu trái cà chua sau thu hoạch được rửa sạch để ráo, xử lý cồn 75%, sau đó được 
nhúng vào các dung dịch chitosan cần đánh giá đã được chỉnh pH = 5-5,5 và để ráo sau 24 
giờ, dùng kim châm gây vết thương (1 x 2 mm) trên đầu trái cà chua. Tiến hành nuôi cấy 
tăng sinh vi khuẩn Erwinia sp. trong môi trường PG sau 24 giờ, pha loãng để đạt 2,1 x 103 
tế bào/ml, sau đó cho 5 l dịch vi khuẩn Ecc vào vết thương. Ủ mẫu bệnh trong các hộp 
nhựa vô trùng được giữ ẩm ở nhiệt độ phòng. Tiến hành dùng thước đo cặp 1/10 để theo 
dõi kích thước vết bệnh bên trong và bên ngoài. Hiệu quả kháng bệnh các các chitosan 
76 
được so sánh dựa trên mẫu đối chứng không nhúng chitosan và mẫu nhúng dung dịch 
chitosan thương mại ở các nồng độ tương ứng. 
2.3.10. Phương pháp xác định tổng hàm lượng phenol tổng số trong trái cà chua 
Tổng hàm lượng phenol trong trái cà chua được xác định bằng phương pháp so màu, 
dùng thuốc thử Folin-Ciocalteu được mô tả bởi Liu và cộng sự 2007 [99]. Lấy 0,5g mô 
thịt trái cà chua, nghiền nhỏ. Sau đó cho vào 5 ml mathanol 70% và ủ ở 70oC trong 10 
phút. Mẫu được ly tâm 4200 vòng/phút trong 30 phút. Mẫu được pha loãng đến 10 ml để 
xác định tổng hàm lượng phenol. Lấy 50 l dịch mẫu đã pha loãng, sau đó thêm vào 250 
l thuốc thử Folin-Ciocalteu đã pha loãng tỷ lệ (1:10). Sau 5 phút thêm vào 200 l dung 
dịch Na2CO3 (75g/l) và ủ ở nhiệt độ phòng trong 2 giờ, sau đó tiến hành do mẫu ở bước 
sóng 760 nm. Kết quả được tham chiếu trên đường chuẩn acid Gallic, kết quả tổng hàm 
lượng phenol được tính theo mg acid Gallic / 100g trái tươi. 
2.3.11. Phương pháp xử lý số liệu 
+ Sử dụng phần mềm SPSS phân tích ANOVA kết hợp với Duncan test để so 
sánh giá trị trung bình của các mẫu nghiên cứu. Số liệu báo cáo là giá trị trung bình 
của 3 lần phân tích, giá trị p < 0,05 được xem là có ý nghĩa về mặt thống kê. 
+ Sử dụng phần mềm Visio 2013 để vẽ các sơ đồ khối. 
+ Sử dụng Origin Pro 8.5.1 để vẽ đồ thị, các phổ FTIR, XRD. 
77 
CHƯƠNG 3. KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU VÀ THẢO LUẬN 
3.1. THÀNH PHẦN HÓA HỌC CỦA MAI MỰC LOLIGO SP 
Tiến hành thí nghiệm theo mô tả ở mục 2.2.1, mai mực Loligo sp. sau khi thu 
nhận được rửa sạch để loại tạp chất, sau đó sấy ở 60C trong 12 giờ và xay đến kích 
thước 3-5 mm. Kết quả xác định thành phần hóa học của nguyên liệu sau quá trình tiền 
xử lý ở trên được trình bày ở Bảng 3.1, Bảng 3.2 và Bảng 3.3. 
3.1.1. Thành phần hóa học cơ bản 
Bảng 3.1 trình bày hàm lượng các thành phần chính của nguyên liệu mai mực 
Loligo sp. bao gồm chitin, protein, lipid và khoáng. 
Bảng 3.1. Thành phần hóa học cơ bản của mai mực ống Loligo sp 
Nguyên liệu 
Chitin 
(%) 
Protein 
(%) 
Lipid 
(%) 
Khoáng 
(%) 
Mai mực (Loligo sp.) 
35,8 
 1,75 
57,2 
 2,32 
1,9 
 0,21 
1,37 
 0,17 
Kết quả 
luận án 
Mai mực (Illex argentinus) 31 64 2,3 1 [47] 
Mai mực (Ommastrephes 
bartrami) 
35-40 58 - - [93] 
Mai mực (Loligo sp.) 32-37 47,5 2,5 2,4 [38] 
Mai mực (Loligo lessoniana 
và Loligo formosana) 
36-37 - - 0,04 [36] 
Mai mực (Loligo plei và 
Loligo sanpaulensis) 
40-42 - - 1,9 [95] 
Vỏ tôm thẻ chân trắng 
(Penaeus vanamei) 
29,4 24,3 2,2 26,5 [158] 
 Giá trị trong bảng được tính trung bình từ kết quả 3-5 lần thí nghiệm theo trọng lượng khô tuyệt đối. 
78 
Kết quả cho thấy phế liệu mai mực Loligo sp. có hàm lượng β-chitin là 35,8%. 
Giá trị này cao hơn nhiều so với hàm lượng α-chitin có trong vỏ đầu tôm thẻ Penaeus 
vanamei là 29,4% [158], vỏ cua Callinectes sapidus là 12,9% và vỏ ghẹ chấm 
Portunus trituberculatus là 17,1% [3]. Trong khi đó, kết quả này tương tự với kết quả 
đánh giá của Chandumpai 2004, Kiruta 1993 và Lavall 2007 trên mai mực thuộc các 
loài Loligo lessoniana, Loligo formosana, Loligo plei và Loligo sanpaulensis với hàm 
lượng -chitin từ 35-42% [36, 93, 95]. Như vậy, phế liệu mai mực Loligo sp. thu nhận 
tại các nhà máy chế biến thủy sản thải ra sau quá trình chế biến ở tỉnh Kiên Giang có 
chứa một lượng lớn β-chitin và là nguồn nguyên liệu lý tưởng để thu nhận β-chitin. 
Ngoài ra, kết quả phân tích cũng cho thấy hàm lượng khoáng có trong mai mực 
Loligo sp. là rất thấp với 1,37%. Giá trị này thấp hơn nhiều khi so sánh với hàm lượng 
khoáng có trong vỏ tôm thẻ Penaeus vanamei với 26,5%. Tuy nhiên, so với các kết 
quả đánh giá này cũng tương tự với một số kết quả đã công bố trước đây đối với mai 
các loài mực khác như Loligo lessoniana, Loligo formosana (0,05%) [36]; Loligo 
sanpaulensis (1,9%) [95]; Todarodes pacifica (0,8%) [173]; Illex argentines (0,1%) 
[47] và Dosidicus gigas (<1%) [81]. Đây là thông số rất quan trọng có ảnh hưởng đến 
việc lựa chọn quy trình chiết rút và thu nhận -chitin. Đó là việc xem xét bỏ qua quá 
trình khử khoáng khi thu nhận β-chitin từ mai mực. Nó vừa tránh được việc sử dụng 
hóa chất, vừa tránh được quá trình cắt mạch chitin. Trong thực tế, Jung 2013 [79] và 
Chandumpai 2004 [36] đã dựa trên kết quả phân tích thành phần mai mực và bỏ qua 
bước khử khoáng bằng acid HCl trong quá trình tách chiết thu nhận β-chitin từ mai 
mực. Việc bỏ qua bước khử khoáng còn có ý nghĩa khi sản xuất ở qui mô lớn, do làm 
giảm thời gian và chi phí sản xuất cũng như làm giảm nguồn chất thải sau quá trình 
khử khoáng gây ô nhiễm môi trường. 
Như vậy, dựa trên kết quả phân tích thành phần hóa học cơ bản trong mai mực 
ống Loligo sp. cho thấy các thành phần như chitin, khoáng, protein, lipid có trong phế 
liệu mai mực ống Loligo sp. khá khác biệt so với trong phế liệu vỏ tôm cua ghẹ. Trong 
đó, hàm lượng protein rất cao (57,2%) nhưng hàm lượng khoáng rất thấp (1,37%) so 
với các phế liệu vỏ tôm, cua, ghẹ với protein (15-26%) và khoáng (26-35%). Do đó, có 
cơ sở để xem xét có thể bỏ qua bước khử khoáng và tập trung chủ yếu vào bước khử 
protein trong quy trình tách chiết, thu nhận chitin từ mai mực ống Loligo sp.. 
79 
3.1.2. Thành phần khoáng 
Việc xác định cụ thể các khoáng chất có trong nguyên liệu sẽ giúp cho việc đánh 
giá phần nào bản chất nguyên liệu, lựa chọn tác nhân khử protein và độ tinh khiết của 
sản phẩm thu được. Kết quả phân tích thành phần khoáng trong mai mực ống Loligo 
sp. được trình bày trong Bảng 3.2. Theo đó, hàm lượng các thành phần Ca, Mg, Fe đều 
cao hơn đáng kể so với các kết quả của Chaidumpai 2004 khảo sát trên loài Loligo 
formosana, Loligo lessoniana [36] và Lavall 2007 trên loài Loligo plei, Loligo 
sanpaulensis [95] điều này có thể là do sự khác biệt về loài, môi trường khu vực sống, 
tuổi trưởng thành của mực nguyên liệu cũng như thời điểm mùa vụ đánh bắt. 
Bảng 3.2. Thành phần khoáng trong mai mực Loligo sp., các loại mực khác và vỏ tôm 
Nguyên liệu 
Thành phần (ppm) 
Ca Fe K Mg Na Zn 
Mai mực (Loligo sp.) 254 17,12 29,3 20,8 152,3 206 
Kết quả 
luận án 
Mai mực (Illex argentinus) 170 - 210 100 450 - [47] 
Mai mực (Loligo lessoniana 
và Loligo formosana) 
17,74 7,73 - 3,30 - - [36] 
Mai mực (Loligo sp.) 1025 30 255 1220 8540 200 [38] 
Mai mực (Loligo plei và 
Loligo sanpaulensis) 
94,5 3,5 - 11,7 - - [95] 
Mai mực (Ommastrephes 
bartrami) 
344 4 19 121 170 - [93] 
Vỏ tôm (Penaeus vanamei) 3254 24,6 2381 - 2125 17,4 [2] 
Khi so sánh với nguyên liệu vỏ tôm, mai mực chứa thành phần Ca là rất thấp 
(254 ppm) so vỏ đầu tôm thẻ Penaeus vanamei (3254 ppm) hoặc vỏ tôm thể Penaeus 
vanamei (4856 ppm) [2]. Do đó, có thể suy ra hàm lượng thành phần CaCO3 trong mai 
80 
mực Loligo sp. là rất thấp so với hàm lượng CaCO3 trong vỏ tôm Penaeus aztecus 
(48,9%), tôm Penaeus durarum (42,2%), vỏ cua (66,5%) [10]. Điều này khẳng định 
quá trình thu nhận -chitin từ mai mực Loligo sp. sẽ thuận lợi hơn và là cơ sở để xem 
xét bỏ qua quá trình khử khoáng bằng acid HCl như trong quy trình thu nhận chitin 
thông thường hiện nay từ vỏ tôm, cua, ghẹ. Ngoài ra, không phát hiện thấy thành phần 
các kim loại nặng như Hg, Pb, As trong mai mực Loligo sp. Kết quả này cũng tương tự 
các kết quả công bố của Jung 2013, Chaidumpai 2004, Chaussard 2004, Lavall 2007. 
Điều đó khẳng định, mai mực là nguồn nguyên liệu tốt để thu nhận sản phẩm -chitin 
và chitosan có độ tinh khiết cao và có thể được sử dụng trong các lĩnh vực như y dược, 
y sinh và thực phẩm. 
Như vậy, trong mai mực ống Loligo sp. có chứa một lượng rất nhỏ các khoáng 
chất bao gồm cả CaCO3. Hơn nữa mai mực không phát hiện chứa các kim loại nặng. 
Do đó, qui trình tách chiết thu nhận chitin từ mai mực sẽ thuận lợi hơn, kinh tế hơn do 
rút ngắn thời gian và giảm lượng hóa chất sử dụng so với việc khử các thành phần phi 
chitin trong vỏ tôm, cua và ghẹ. Hơn nữa, sản phẩm chitin thu được sẽ có độ tinh khiết 
cao hơn, đáp ứng cho thu nhận chitosan sau này cũng như để ứng dụng đối với con 
người như trong thực phẩm và y dược. 
3.1.3. Thành phần acid amin 
Thành phần acid amin được xem là một tạp chất có trong sản phẩm chitin và 
chitosan điều chế từ các nguồn tự nhiên, đặc biệt là nguyên liệu thủy sản. Các acid 
amin này ảnh hưởng rất lớn đến việc ứng dụng của chitin và chitosan. Ví dụ, chúng có 
thể gây dị ứng cho người sử dụng, làm giảm độ tan, giảm chất lượng của sản phẩm 
chitin và chitosan. Kết quả phân tích thành phần acid amin có trong nguyên liệu mai 
mực ống Loligo sp. được trình bày trong Bảng 3.3. 
Bảng 3.3. So sánh thành phần acid amin trong mai mực ống Loligo sp. và kết quả 
tham khảo 
Thành phần 
Acid amin 
Kết quả luận án Các kết quả tham khảo 
81 
 Mai mực 
Loligo sp. 
(g/100g) 
Mai mực 
T. pacifica 
(g/100g) 
[173, 174] 
Vỏ tôm 
P. vannamei 
(g/100g) 
 [2] 
Vỏ tôm 
P.vannamei 
(g/100g) 
[158] 
Alanine 4,53 4,91 1,13 1,62 
Glycine 4,39 4,63 2,92 1,66 
Valine 3,83 3,55 0,65 0,79 
Leucine 2,60 4,09 0,13 1,15 
Isoleucine 1,58 1,61 0,53 - 
Threonine 1,51 2,45 0,65 - 
Serine 1,60 2,03 0,59 0,54 
Proline 5,98 4,99 - 0,94 
Aspartic acid 4,65 4,53 1,56 1,93 
Methionine 0,53 0,32 0,35 0,12 
4-Hydroxyproline 0,00 - - - 
Acid glutamic 1,57 2,35 2,04 3,04 
Phenylalanine 1,13 1,74 0,71 0,33 
Lysine 2,78 2,37 0,11 1,01 
Histidine 6,40 6,17 0,28 0,19 
Hydroxylysine 0,00 - - 
Tyrosine 6,68 6,13 0,53 0,74 
Tổng cộng 49,76 54,91 12,18 14,06 
Theo đó, trong nguyên liệu mai mực Loligo sp. các thành phần như Alanine, 
Proline, Tyrosine và Histidine chiếm tỷ lệ lớn nhất (4,39-6,68 g/100g) trong khi các 
thành phần khác như Leucine, Isoleucine, Serine, Proline, Methionine, Glutamic acid, 
Phenylalanine có tỷ lệ thấp hơn (0,53-2,6 g/100g). Kết quả này phù hợp với kết quả 
công bố của Youn 2013 [174] về thành phần acid amin trong mai mực Todarodes 
pacifica tuy nhiên có sự chênh lệch nhỏ giữa các thành phần, điều này có thể là do 
khác nhau về đặc điểm giống loài mực và độ tuổi trưởng thành của mực. 
Nếu so sánh với thành phần acid amin của vỏ tôm thẻ Penaeus vanamei được 
công bố của Dương 2014 và Trung 2012 cho thấy có sự chênh lệch lớn về hàm lượng 
82 
các acid amin. Cụ thể, hầu hết các thành phần aicd amin như: Alanine, Valine, 
Leucine, Isoleucine, Aspartic acid, Lysine, Histidine và Tyrosine của mai mực ống đều 
lớn hơn gấy 3-6 lần so với trong vỏ tôm thẻ. Tuy nhiên, một số ít các acid amin như 
Glutamic, Phenylalanine là xấp xỉ gần nhau. Nhìn chung, tổng hàm lượng acid amin 
trong mai mực Loligo sp. (49-55g/100g) lớn hơn gấp 3-4 lần tổng hàm lượng acid 
amin có trong vỏ tôm thẻ Penaeus vanamei (12-14 g/100g). 
Tóm lại, nguyên mai mực ống có chứa một số thành phần acid amin có hàm 
lượng khá cao so với trong nguyên liệu vỏ tôm thẻ. Điều này cho thấy, cần tập trung 
cho quá trình khử protein để loại bỏ các acid amin trong quy trình tách chiết, thu nhận 
chitin. Từ đó có thể thu được chitin và chitosan tinh khiết hơn và có khả năng sử dụng 
các sản phẩm này cho nhiều ứng dụng đòi hỏi chitin và